代谢学人

Cell Metabolism ：美食诱惑，神经"上火"

撰文 | 高铭远 石丽 生茂正  郭盈盈 于剑 

校对 | 生茂正

背景介绍

（有文献报道表明，仅喂养3天HFD的大鼠肥胖早期模型中，通过Westernblot分析评估的WAT（C）和肝脏（D）胰岛素信号传导（和HSL的磷酸化）在肥胖早期模型中并未受损，但血浆及肝糖生成等指标已经异常近日，来自美国罗格斯罗伯特伍德约翰逊医学院的Christoph Buettner课题组在Cell Metabolism上发表了研究论文“Overnutrition causes insulin resistance and metabolic disorder through increased sympathetic nervous system activity”。在本研究中，作者提出了一个新的观点：肥胖导致的胰岛素抵抗主要归因于大脑对营养过剩的“反应过激”。这一观点揭示了交感神经系统在肥胖引发的代谢紊乱中的核心作用，尤其是在脂肪组织功能障碍和胰岛素抵抗中的作用。

敲黑板啦！

1、HFD喂养通过增加SNA迅速损害胰岛素作用

2、降低SNA可预防HFD诱导的胰岛素抵抗和代谢紊乱

3、在细胞胰岛素信号传导受损之前，早期HFD诱导胰岛素抵抗

4、脂肪分解是SNA升高诱导胰岛素抵抗的关键机制

研究结果

1、短期营养过剩可诱导葡萄糖耐受不良和胰岛素抵抗，并损害胰岛素抑制WAT脂解的能力

研究人员对雄性C57 BL/6小鼠喂食HFD 3天或10天，结果显示虽然体重增加没有出现统计学差异，但脂肪重量显著增加（图S1A和S1B）。不仅如此，尽管小鼠出现了高胰岛素血症（图S1D），但在空腹和进食状态下，HFD的小鼠仍出现了血糖升高的现象（图S1C）。此外，HFD喂养后葡萄糖耐量和胰岛素敏感性受损（图S1E和S1F），小鼠eWAT脂肪组织中激素敏感性脂肪酶（Hormone-sensitive lipase, HSL）在胰岛素给药后其磷酸化水平仍然显著高于对照组（图S1G和S1H），这些结果表明脂肪组织出现胰岛素抵抗。与脂解调节受损一致，HFD喂养后空腹和随机喂养组的血浆甘油均显著上调（图S1I）。

HSL的激活是脂肪组织SNA上调的公认指标。该指标主要由肾上腺素能信号传导诱导，反映了细胞胰岛素信号传导和cAMP信号传导的平衡度（小编注：胰岛素信号能够抑制HSL激活，而NE可以通过cAMP-PKA，磷酸化激活HSL）。由于细胞胰岛素信号传导未显著受损，研究人员推测NE诱导的肾上腺素能信号传导增加可能是胰岛素抑制脂解能力受损的原因。在短期HFD后，研究人员发现小鼠血浆NE上调（图S2I），表明总体SNA增加，但肾上腺素、胰高血糖素和皮质酮没有显著差异（图S2 J-S2 L）。这些结果表明NE的SNS释放增加可能在高胰高血糖素血症发展之前驱动脂肪组织脂解。（小编注：中枢SNS的NE来源于脑干蓝斑核（Locus Coeruleus，LC）中的去甲肾上腺素能神经元合成和释放；外周的去甲肾上腺素则主要由交感节后神经元和支配肾上腺髓质的交感神经合成和分泌。）

图S1.短期过度营养诱导葡萄糖不耐受和胰岛素抵抗，并损害胰岛素抑制WAT脂肪分解的能力

                                             图S2.短期营养后，尽管胰岛素信号转导系统保持完整，但血浆NE水平升高

为了测试NE水平上调是否足以损害葡萄糖稳态和脂肪组织功能，研究人员皮下输注NE 14天，以上调血浆NE水平（图S3A）。结果表明，NE确实促进了胰岛素的抵抗（图S3B和S3C），并且小鼠出现了上调HSL磷酸化而不改变体重、血浆胰岛素，或Akt的磷酸化水平的表型（图S3D-S3F）。此外，NEFA水平并未显著上调，这可能是由于脂肪酸利用的代偿性增加（图S3G）。而急性NE给药也促进了血浆NEFA水平和HSL的磷酸化（图S3H，I）。

图S3.短期NE输注诱导糖耐量异常和胰岛素抵抗

2、短期通过外周th减少SNS的儿茶酚胺（Catecholamine,CA)释放可预防短期营养过剩引起的胰岛素抵抗和

研究人员检查了THΔper小鼠（诱导型外周特异性th敲除小鼠模型）是否可以保护HFD诱导的代谢功能障碍。注射他莫昔芬敲除了肝脏、脾脏、BAT、eWAT和腹股沟WAT（iWAT）等周围组织中th表达，但大脑和脊髓中的th表达无显著差异（图1A），因为在这些组织中，外周特异性Cre重组酶的表达较低（小编注：作者通过将TH^flox/flox小鼠与他莫昔芬诱导型Rosa 26 ^{CreERT 2}小鼠杂交来产生诱导型外周th敲除小鼠。TH^flox/flox, Rosa26^CreERT2+/- mice (THΔper) 和TH^flox/flox，Rosa26^CreERT2-/- (WT同窝) 在发育过程中和KO诱导前表达正常水平的TH蛋白。有文献报道认为，在他莫昔芬腹腔注射后，Rosa26^CreERT2-/-小鼠的中枢区域中虽然ERT2正常表达，但他莫昔芬在该组织中的局部浓度较低，因此无法正常表达Cre，造成了外周特异性敲除。但文章中并未对该部分进行进一步探究。此外，由于Cre重组效率受染色质可及性调控，我们推测在中枢中Th的flox位点的染色质可及性较低，加上Cre表达较低，共同造成了中枢中敲除效率低的表型）（图1B）。敲除th后，THΔper小鼠的外周组织中的NE减少了90%以上，而大脑中的NE水平没有改变（图1C）。HFD 12周后，喂食啮齿动物NCD饲料（Rodent chow diet, RC）的THΔper小鼠的冷耐受性降低（图S4A和S4B），这一结论与先前的文献报道结果相一致。有趣的是，在使用红外热成像评估BAT 区域和后躯（后腿所在区域）区域温度后，研究人员发现虽然Two-way ANOVA的分析表明敲除th会抑制BAT产热（p = 0.0001），但仅在RC条件下，THΔper小鼠的BAT产热作用显着降低，而在 HFD 喂养期间则没有显著差异（图S4C和S4D）（小编注：S4C中，在冷刺激3 h后，根据S4D红外成像计算了小鼠BAT/后躯温度的比值，以使BAT温度相对于全身产热标准化，并用作相对BAT活性的代表）。这可能是由于WT小鼠在HFD后BAT产热受损，削弱了不同组之间的BAT产热差异。尽管如此，THΔper小鼠在室温下的核心体温与WT小鼠仍与相当，表明这些小鼠依然可以在室温下维持产热。

图1.通过外周缺失th减少SNA可防止短期营养过剩引起的葡萄糖耐量不良

图S4.THΔper小鼠的冷耐受性和反调节反应降低

2--D-2-DGSNA胰岛素的分泌。2-DGTHr反调节（小编注：外周是通过肾上腺髓质部位转化为肾上腺素发挥反调节作用，外周的消除会导致肾上腺素及后续激活上调的胰高血糖素都无法作用。）CAC儿茶酚胺和胰高血糖素水平降低（图和），这些结论也进一步证实了被显著抑制。npynpyTHrWTeWATS4GnpythTHrCASNA

拓展阅读

反调节激素(counter-regulatory hormones)与反调节反应

人体借由胰岛素与胰岛素反调节激素 (counter-regulatory hormones) 之间的平衡达到血糖的稳定；其中胰岛素反调节激素包括胰高血糖素、肾上腺素(epinephrine)、皮质醇 (cortisol) 和生长激素 (growth hormone) ，当人体有热量需求量的提升、食物摄取较少及血糖消耗增加等相对性低血糖的情况时，会促进胰岛素反调节激素的分泌和抑制胰岛素分泌。

在一型和二型糖尿病患者中，胰岛素缺陷伴随着反调节激素的升高，而高水平的反调节激素会导致脂肪分解增加，释放大量游离脂肪酸，引发代谢性酸中毒，也同时导致更低水平的胰岛素活动；此外，胰岛素缺乏和升糖激素（胰高血糖素、肾上腺素、皮质醇等）过度升高也会导致肝脏葡萄糖生成增加和外周组织葡萄糖摄取减少，血液中丙酮含量升高，从而导致高血糖症、高血酮症，并最终导致糖尿病的常见并发症：糖尿病酮症酸中毒（Diabetic Ketoacidosis，DKA）。该并发症便是以高血糖、高酮血症和代谢性酸中毒为特征。患有DKA的个体表现出深呼吸和呼吸困难，通常具有指示过量丙酮的“果味”气味，这是由于大量游离脂肪酸在肝脏中被氧化形成酮体导致的结果。

参考文献：

[1]Dhatariya KK et.al.Nat Rev Dis Primers. 2020 May 14;6(1):40. 

在HFD喂养14天后，研究人员发现THΔper和WT小鼠（图1D和1E）的体重和脂肪重量相近，而瘦体重没有改变（图S4H）。THΔper小鼠和WT鼠的空腹胰岛素水平相当（图1F），但是营养过剩诱导的空腹血糖升高被逆转（图1G）。此外，在THΔper小鼠HFD喂养3或10天后，由营养过剩诱导的葡萄糖不耐受也得到了显著改善（图1H和1I）。这一结果与HFD喂养的THΔper小鼠中NE水平的上调被抑制相吻合（图1J）。值得注意的是，虽然HFD喂养14天不会增加 WT 小鼠的空腹肾上腺素和胰高血糖素，但在THΔper小鼠中，无论是HFD还是RC饮食条件下，血浆中的肾上腺素和胰高血糖素的水平均显著下调（图S4I）。

研究人员推测，尽管SNS是脂肪分解的关键驱动因素，但在喂RC的THΔper小鼠中，NEFA和甘油水平均不降低，这表明存在一种补偿机制，以确保在肾上腺素能信号显着降低的情况下也能维持正常的NEFA和甘油水平（图1K和S4J）。相比之下，THΔper小鼠在HFD喂养14天后空腹血浆甘油的上调被显着抑制（图1K），这与先前研究人员发现THΔper小鼠在营养过剩的条件下胰岛素促进HSL去磷酸化的能力提高相一致（图1L）。这些结果表明，THΔper小鼠中营养过剩诱导的脂肪分解增加得到改善。

接下来，研究人员想要探究THΔper的代谢改善是否会影响细胞胰岛素信号传导。与生理盐水对照组相比，无论在何种饮食条件下（RC或HFD）注射胰岛素后，THΔper小鼠和WT小鼠的胰岛素受体（肝脏、eWAT）、Akt（肝脏、eWAT、iWAT） 和糖原合酶激酶-3β（GSK3β）（肝脏） 的磷酸化水平均显著上调且上调幅度相近（图 S5A-S5C）。这些结果表明，在短期营养过剩的小鼠模型中，防止SNS流出（即儿茶酚胺类神经递质释放）或抑制肾上腺素能信号传导可以改善葡萄糖耐量不良并恢复脂肪组织中的胰岛素作用，而不会影响细胞胰岛素信号传导。

图S5.短期营养过剩后WT和THDΔper之间的细胞胰岛素信号传递没有差异

3、减少SNA可改善长期HFD喂养引起的葡萄糖耐受不良

RC（图2F-2I）或HFD喂养的THΔper和WT小鼠中肝脏、eWAT和肌肉中的胰岛素信号传导水平相当，但是在HFD喂养的THΔper小鼠中，血浆NEFA和甘油较低（图2M），这也验证了THΔper小鼠对脂解的抑制作用。为了证实饮食诱导的肥胖会增加SNA，研究人员进行了神经记录研究。研究表明，在喂食HFD 16周后，eWAT和iWAT的SNA都升高（图2N）。此外，尽管12周HFD喂养会诱导NE、肾上腺素和胰高血糖素的增加，但是THΔper小鼠的这些反调节激素并没有显著上调（图2O），这表明在肥胖情况下这些反调节激素的增加主要是由于SNA增加和交感神经释放的儿茶酚胺所引起。此外值得注意的是，受下丘脑-垂体-肾上腺（HPA）轴控制的皮质酮在WT和THΔper小鼠之间没有差异（图2O）。

图2.通过外周缺失th减少SNA可改善长期HFD喂养诱导的葡萄糖耐受不良

4、减少SNA可改善HFD诱导的肝脏胰岛素抵抗

实验人员通过高胰岛素-正常血糖钳夹实验，并结合示踪剂稀释技术，评估了HFD喂养16周的THΔper和WT小鼠的肝脏胰岛素作用（图3A）。在整个钳夹过程中，THΔper和WT小鼠的血糖水平均维持在正常水平（图3B），两种小鼠中的血浆胰岛素上调水平也相近（图3C），而THΔper组的血浆胰高血糖素水平则显著低于WT组（图3D）。在THΔper小鼠中，维持正常血糖所需的葡萄糖输注率（Glucose infusion rate, GIR）显著更高（图3E），表明HFD诱导的胰岛素抵抗有所改善。值得注意的是，THΔper小鼠组中胰岛素抑制 hGP 的能力显著提高（图3F和3G），而基础 hGP 没有降低。通过葡萄糖处理率（Disposal rate, Rd）评估的葡萄糖利用率的增加在两组中也没有显著差异（图3H），表明 SNS不是高胰岛素血症和长期HFD喂养期间外周葡萄糖利用率的主要调节者。

图3.减少SNA可改善HFD诱导的胰岛素抵抗

  研究人员还发现，尽管肝脏胰岛素作用明显改善，但在高胰岛素钳夹实验结束时，THΔper和WT小鼠的肝脏胰岛素信号传导无显著差异（图3I和3J）。值得注意的是，钳夹期间诱导的高胰岛素血症程度仍处于在生理范围内（图3C），这使得研究人员可以在生理高胰岛素血症期间检查胰岛素信号传导。在eWAT中，THΔper小鼠和WT小鼠的胰岛素信号传导和磷酸二酯酶3B（Phosphodiesterase 3B, PDE3B）磷酸化无显著差异（图3K和3L）。然而，在高胰岛素钳夹实验中，胰岛素抑制HSL和perilipin磷酸化以及蛋白激酶A（PKA）激活的能力明显改善（图3K、3M和3N）（小编注：此处作者通过检测PKA底物的磷酸化水平来测量PKA的酶活，此处使用的抗体能够特异性识别PKA底物的磷酸化位点，而PKA能够对多种底物进行磷酸化修饰，如代谢酶糖原磷酸化酶激酶、离子通道钠钾泵、转录因子CREB等，因此WB结果呈现多个条带），这与先前的脂肪组织胰岛素作用改善、降低禁食NEFA和甘油在THΔper小鼠喂食HFD（图2M和3O通）一致。这些结果表明，在慢性肥胖中，胰岛素抵抗是由于SNA增加，而不是细胞胰岛素信号传导减少。

拓展阅读

PDE3B与胰岛素信号通路

PDE3B属于磷酸二酯酶（PDE）家族，它的主要功能是水解环磷酸腺苷，从而调节细胞内cAMP的浓度，进而调控cAMP依赖信号通路。PDE3B 主要在代谢活跃的组织中表达，如脂肪组织、肝脏、肌肉和胰腺。

胰岛素与细胞膜上的胰岛素受体结合后会激活受体的酪氨酸激酶活性，进而磷酸化胰岛素受体底物，激活PI3K和第二信使Akt，Akt磷酸并激活PDE3B，激活的PDE3B水解cAMP，从而降低细胞内cAMP水平，cAMP 水平下降导致PKA活性降低，PKA活性降低会抑制脂肪组织中的下游靶点如HSL，从而抑制脂解作用，减少游离脂肪酸的释放，改善胰岛素敏感性，同时通过调节cAMP 水平影响糖原合成和糖异生。

参考文献：

[1]Sancar G et al. Cell Metab. 2022 Jan 4;34(1):171-183.e6.

5、减少SNA可改善脂肪组织功能障碍

接下来，研究人员研究了SNS在由肥胖引起的脂肪组织功能障碍中的作用。脂肪组织功能障碍的特征是脂质生成能力减少，脂肪细胞肥大，不受限的脂肪分解，代谢炎症，纤维化和脂肪衰老。为了评估从头开始的脂质生成（De novo lipogenesis, DNL），研究人员检查了关键DNL酶如脂肪酸合成酶（Fatty acid synthase, FAS），ATP-柠檬酸裂解酶（ATP-citrate lyase, ATPCL）和乙酰辅酶A羧化酶（Acetyl-coenzyme A (CoA) carboxylase, ACC）以及磷酸化ATPCL的蛋白质和mRNA表达。在HFD喂养后，eWAT中的DNL抑制在THΔper小鼠中被抑制（图4A，4B和S6A），这与胰岛素敏感脂蛋白C16:1-棕榈酸烯甲酯（C16:1-palmitoleate）的水平（该分子主要由WAT中的DNL所生成）显著上调相一致（图4C）。

有趣的是，研究人员发现，在HFD喂养后，HSL和perilipin的基础磷酸化显著降低（图4A和4D），其原因可能来自于长期SNA刺激和CA抵抗。文献报道表明，脂肪细胞大小与肥胖中的胰岛素抵抗呈正相关，并与代谢健康呈负相关。而小脂肪细胞数量，则与脂肪生成率和健康的代谢表型呈正相关。实验结果表明，在16周HFD喂养后，THΔper小鼠的eWAT中脂肪细胞面积、直径和体积减少，而eWAT的重量保持相当，HFD喂养中被抑制的脂肪生成基因（如pparg和cebpa）也显著上调（图S6C），这些结果均与THΔper小鼠中小脂肪细胞数量增加相一致（图4E-4G和S6B）。

拓展阅读

脂质因子C16:1n7(palmitoleate)

棕榈酸（C16：0）是膳食和血浆中富含的一种FA，当脂肪细胞内DNL通路上调时，脂肪细胞会从非脂质前体（如葡萄糖和氨基酸）合成脂肪酸，如棕榈酸C16:0，接着棕榈酸（C16:0）在去饱和酶的催化下，在第7位碳原子引入一个双键，生成棕榈油酸（C16:1n7），棕榈油酸（C16:1n7）与甲醇在酸性或碱性条件下发生酯化反应，最终生成C16:1-棕榈酸烯甲酯（C16:1n7/C16:1-palmitoleate）。

脂肪组织是全身代谢调节的关键部位，脂肪组织内产生的肽和激素是脂肪组织调控碳水化合物和脂质稳态的重要组成部分。脂肪组织一方面作为脂质的主要储存场所，另一方面脂肪组织也能够通过脂质信号传导调节机体其他代谢器官如肌肉、肝脏等。文献报道表明，C16:1n7本身能够刺激C2C12细胞对葡萄糖的摄取，从而维持肌肉胰岛素敏感性。同时，C16:1n7通过增强胰岛素信号通路，减少肝脏脂肪合成。综上说明了脂肪细胞在DNL通路上调时能够分泌一种独特的脂肪酸C16：1n7-棕榈油酸酯，C16：1n7-棕榈油酸酯作为一种主要的信号脂质激素会强烈激活肌肉胰岛素信号通路同时抑制肝脏脂肪变性，脂肪组织通过 C16：1n7-棕榈油酸酯等脂质因子与远处器官交流并调节全身代谢稳态。

参考文献：

[1]Cao H et al. Cell. 2008 Sep 19;134(6):933-44.

图4.减少SNA可改善脂肪组织功能障碍

图S6.HFD诱导的脂肪组织功能障碍在THΔper小鼠中得到改善

HFD喂养后，THΔper小鼠的脂肪组织炎症得到了缓解，表现为巨噬细胞组成的包围死亡或垂死脂肪细胞的冠状结构（Crown-like structures, CLS）数量减少，以及炎症细胞因子（ccl2和tnfa）和巨噬细胞标记物（f4/80、cd11c和cd68）的mRNA水平降低（图4H和4I）。纤维化相关基因如纤维连接蛋白1（Fibronectin1, fn1）、胶原蛋白16a1（Collagen 16a1, col16a1）、itgb2、基质金属蛋白酶12（Matrix metalloproteinase12, mmp12）、mmp19、pcolce2、acta2和tgfb在THΔper小鼠中的表达上调也得到了缓解（图S6D）。脂肪组织纤维化被认为是由脂肪组织扩张导致的缺氧及其随后诱导的缺氧诱导因子hif1a引起的，而HFD诱导的hif1a表达在THΔper小鼠中也得到了缓解（图S6D）。Masson三色染色显示，HFD喂养导致了与纤维化表型相一致的胶原蛋白形成，而在THΔper小鼠中这种情况有所缓解（图4J）。这表明脂肪组织纤维化的发生是由于SNA上调所引起的。最后，在HFD喂养后，THΔper小鼠在eWAT中的衰老标志物如gpnmb、cdkn1a和cdkn2a表达上调也被逆转（图4K）。总而言之，这些结果证明SNA的增加是肥胖诱导脂肪组织功能障碍的关键驱动因素。

6、减少SNA可改善HFD诱导的脂肪肝抗

在肝脏中，代谢性疾病常表现为MAFLD。脂质代谢受损被认为是脂肪肝的关键驱动因素。鉴于THΔper小鼠表现出显著改善的脂肪组织功能和脂质代谢，研究人员接下来想要探寻抑制SNA是否可以改善HFD诱导的肝脂肪变性。H&E 染色结果显示，在16周的HFD喂养后，WT鼠出现了肝脂肪变性，而THΔper小鼠的肝脂肪变性明显减轻（图5A）。该结果也通过油红O染色（图5B 和5C）和 Folch法（即使用氯仿:甲醇 = 2:1的比例提取）提取后的肝脏甘油三酯 (TG) 水平检测（图 5D）得到进一步证实。

图5.减少SNA可改善HFD喂养诱导的脂肪肝

肝脏脂质生成增加是肝脂肪变性的特征之一，其中部分原因来自于DNL酶（FAS、ATPCL和ACC）的表达增加。HFD喂养显著增加了FAS、ACC磷酸化和ATPCL磷酸化（图5E和5F）。与野生型小鼠相比，THΔper小鼠在高脂饮食下ACC和ATPCL的磷酸化水平降低，表明THΔper小鼠肝脏中的脂质生物合成减少。脂肪酸转运蛋白CD36可以促进血浆中的脂肪酸进入肝脏，并可能导致肝脂肪变性。在THΔper小鼠的肝脏中，高脂饮食引起的CD36过表达有所减弱（图5E和5G），这表明THΔper小鼠可能通过减少脂肪进入肝脏而在一定程度上免受肝脂肪变性的影响。

在肝细胞内，甘油激酶（Glycerol kinase, GK）将甘油磷酸化为3-磷酸甘油，后者是TG合成或糖异生的底物。研究人员发现，HFD诱导的GK蛋白表达增加在THΔper小鼠中得到改善（图5E和5G），这可能有助于减少hGP和肝脏脂质积累。THΔper小鼠还改善了HFD上调的肝脏的甘油摄取相关蛋白（包括水通道蛋白3（Aquaglyceroporin3, aqp3）和aqp9）以及参与TG合成的酶（包括gk、甘油-3-磷酸酰基转移酶1（Glycerol-3-phosphate acyltransferase, GPAT1，由gpam编码）、二酰甘油酰基转移酶1（Diacylglycerol acyltransferase 1, dgat1）和单酰甘油酰基转移酶1（Monoacylglycerol acyltransferase 1, mogat1））的mRNA表达（图5H）。

肝脏脂肪变性主要通过激活炎症使肝脏转化为脂肪性肝炎。值得注意的是，在THΔper小鼠中，HFD喂养后应上调的磷酸化核因子κB（NF-κB）和IκB被显著抑制（图5E和5G）。此外，与脂肪性肝炎相关的炎症标志物如巨噬细胞炎症蛋白2（Macrophage inflammatory protein 2, mip2）；趋化因子干扰素γ诱导蛋白10（Interferon gamma-induced protein 10, ip10）、il-1a、il-1b和tnfa；以及巨噬细胞标志物（f4/80和cd68）在THΔper小鼠中的mRNA诱导也显著减少（图5I）。

考虑到与MAFLD相关的炎症促进了肝纤维化，研究人员还评估了纤维化相关基因（col3a1、col4a1、col5a1、col5a2、col6a1、col14a1、col16a1、fn1、lgals3、loxl2、pcolce和acta2）以及组织基质重塑相关基因（mmp2、mmp19和timp1）的肝脏mRNA表达。THΔper小鼠缓解了HFD喂养导致纤维化标志物的mRNA水平上调（图5J），这表明SNA增加在驱动肝纤维化发展中起关键作用。总的来说，这些发现强调了在肥胖中预防过度SNA会导致肝脏代谢的全面改善，包括减少脂肪变性、抑制hGP，以及减少炎症和可能降低纤维化发展的风险。

7、减少SNA可改善HFD诱导的CA抵抗

总结

在本研究中，研究人员使用他莫昔芬诱导外周特异性敲除酪氨酸羟化酶th的小鼠模型 THΔper，发现减少来自交感神经的儿茶酚胺 (CA) 释放可以防止营养过剩所诱导的胰岛素抵抗以及高血糖血症、脂肪组织功能障碍和脂肪肝疾病。脂肪组织脂解是交感神经激活（SNA）诱导胰岛素抵抗的一个关键机制。SNA上调在营养过剩诱导的胰岛素抵抗和代谢疾病的发病机制中发挥重要作用，且该作用不依赖于细胞胰岛素信号传导。总之，本研究证明了SNA和脂解在引发机体胰岛素抵抗的关键作用机制，为肥胖症和糖尿病的治疗开辟了新的方向。

文章链接原文链接<strong helvetica="" neue",="" "pingfang="" sc",="" "hiragino="" sans="" gb",="" "microsoft="" yahei="" ui",="" yahei",="" arial,="" sans-serif;letter-spacing:="" 0.544px;text-indent:="" 0em;color:="" rgb(51,="" 51,="" 51);"="" style="overflow-wrap: break-word !important; -webkit-tap-highlight-color: transparent; margin: 0px; padding: 0px; outline: 0px; max-width: 100%; box-sizing: border-box !important;">