原文链接：Disease-induced assemblage of a plant-beneficial bacterial consortium | The ISME Journal (nature.com)

Abstract

Disease suppressive soils typically develop after a disease outbreak due to the subsequent assembly of protective microbiota in the rhizosphere. The role of the plant immune system in the assemblage of a protective rhizosphere microbiome is largely unknown. In this study, we demonstrate that Arabidopsis thaliana specifically promotes three bacterial species in the rhizosphere upon foliar defense activation by the downy mildew pathogen Hyaloperonospora arabidopsidis. The promoted bacteria were isolated and found to interact synergistically in biofilm formation in vitro. Although separately these bacteria did not affect the plant significantly, together they induced systemic resistance against downy mildew and promoted growth of the plant. Moreover, we show that the soil-mediated legacy of a primary population of downy mildew infected plants confers enhanced protection against this pathogen in a second population of plants growing in the same soil. Together our results indicate that plants can adjust their root microbiome upon pathogen infection and specifically recruit a group of disease resistance-inducing and growth-promoting beneficial microbes, therewith potentially maximizing the chance of survival of their offspring that will grow in the same soil.

摘要

病害爆发后，由于根际中保护性微生物群的随后集结，通常会形成病害抑制土壤。植物免疫系统在组装保护性根际微生物组中的作用在很大程度上是未知的。在这项研究中，我们展示了拟南芥被霜霉病病原体Hyaloperonospora arabidopsidis激活叶面防御时，会特异性地促进根际中的三种细菌。经分离发现，这些被促进的细菌在体外生物膜形成过程中具有协同作用。虽然这些细菌单独作用时对植物的影响不大，但它们共同作用时会诱导植物对霜霉病的系统抗性，并促进植物的生长。此外，我们还发现，受霜霉病感染的植物的主要群体通过土壤介导的传承，增强了在同一土壤中生长的第二代植物群体对该病原体的保护能力。我们的研究结果表明，植物在感染病原体后可以调整其根部微生物组，并专门招募一组具有抗病性和促进生长的有益微生物，从而最大限度地提高其在相同土壤中生长的后代的存活率。

图1 霜霉病感染促进拟南芥根际特定微生物群的生长。

a. 未种植土壤和受病原菌感染或防御激素处理的拟南芥植物的根际微生物群落的主成分（PC）分析。从未种植土壤（棕色符号）、未处理对照植物的根际（绿色）、叶部接种生物寄生物Hpa（红色）或坏死性寄生物Bc（蓝色）的植物的根际，或者叶部重复SA（黄色）或MeJA（紫色）处理的植物的根际中分离出的微生物群落。在叶面处理开始后1周（方形）和2周（三角形）分析微生物群落。PC1和PC2的特征值分别在X轴和Y轴上表示。 

b. 将eOTU相关性（PC得分）绘制到相同的PC1和PC2上的双图。每个红点表示一个eOTU。PC1将原土壤eOTUs（左侧）与根际eOTUs（右侧）分开。三个与PC2强相关的eOTUs用数字指定。 

c-e 不同处理中eOTU丰度的量化。对于c Stenotrophomonas sp. eOTU 97，d Xanthomonas sp. eOTU 106和e Microbacterium sp. eOTU 107，显示了每个处理和时间点的PhyloChip HybScore的箱线图。黑色点表示每个处理的4个重复值。红色加号表示平均值。红色星号表示与相同时间点的对照根际存在显著差异（假发现率<0.05）。U，未种植土壤；C，对照处理植物的根际；B，Bc接种植物的根际；H，Hpa接种植物的根际；S，SA处理植物的根际；J，MeJA处理植物的根际。

图2 招募的黄单胞菌、假单胞菌和微球菌的菌株之间的协同相互作用。

a. 在Nunc-TSP盖板上，单独黄单胞菌WCS2014-23（X；eOTU 106）、寡养单胞菌WCS2014-113（S；eOTU 97）和微杆菌WCS2014-259（M；eOTU 107）或它们的双（XS、XM和SM）和三联组合（XSM）的生物膜形成的箱线图。孵育24小时后，用结晶紫染色法定量化生物膜的形成。

b. 在King's培养基B琼脂上生长的X、S和M菌落之间的吸引力随着距离的增加而增强。

图3 招募的根际细菌对拟南芥系统免疫对抗Hpa和促进植物生长的协同效应。

a. 在预接种假单胞菌WCS417、黄单胞菌WCS2014-23（X；eOTU 106）、寡养单胞菌WCS2014-113（S；eOTU 97）和微杆菌WCS2014-259（M；eOTU 107）或X、S和M的混合物（XSM）上生长的拟南芥植株上Hpa的孢子产量。

b. 在预接种WCS417、X、S、M或X、S和M混合物的土壤中生长6周的拟南芥植株的茎鲜重的箱线图。斜体字母表示根据方差分析和图基后检验的统计显著差异（P < 0.05）。黑点表示各自的重复值。所有实验至少重复三次，结果相似。

c. 图片显示在对照土壤或预接种了X、S和M混合物的土壤中生长6周的拟南芥植株。

图4 Hpa感染植物对随后植物种群的疾病抗性的土壤介导效应。

a. 实验的示意图。拟南芥Col-0幼苗的第一种群（1°）或未种植土壤（U）接种Hpa（H）孢子悬浮液或模拟处理（M）。接种后7天，地上部分植物被移除，然后在剩余的土壤上播种并生长第二种群（2°）的拟南芥植物。在预处理或未经处理的土壤中生长2周后，拟南芥植物接种或不接种Hpa。疾病严重程度通过在接种后7天计数产生的Hpa孢子数量来定量。

b. 箱线图显示在指定的预处理土壤上生长的植物产生的Hpa孢子数量。不同的字母表示根据方差分析和图基后检验的统计显著差异（P < 0.05）。红色加号表示每种处理的10次重复值的平均值。黑点表示各自的重复值。该实验重复了4次，结果相似。